Influencia de la calidad microbiológica del aire en el estado de conservación de la madera del Gran Teatro de La Habana Alicia Alonso

Metodología de recolección

Los muestreos se realizaron por triplicado en cada punto seleccionado, mediante el método de sedimentación descrito por Omeliansky y modificado por Bogomolova & Kirtsideli (2009)Bogomolova, E., & Kirtsideli, I. (2009). Airborne fungi in four stations of the St. Petersburg Underground railway system. International Biodeterioration & Biodegradation, 63(2), 156-160.. Se utilizaron placas Petri de 90 mm de diámetro con Agar Extracto de Malta (AEM) suplementado con NaCl (7.5 %), las cuales se expusieron durante 10 minutos. Además, se efectuaron muestreos directos por hisopado sobre superficies de madera en muebles, pisos y puertas.

Una vez finalizada la recolección, las muestras directas y las tres réplicas de cada punto se incubaron a 28 °C durante un período de 7 a 10 días.

Cálculo de unidades formadoras de colonias

Finalizado el período de incubación, se contaron las colonias fúngicas y bacterianas emergentes en cada placa. Posteriormente, se calcularon las unidades formadoras de colonias por metro cúbico de aire (UFC/m³) mediante la ecuación propuesta por (Omeliansky Bogomolova & Kirtsideli, 2009Bogomolova, E., & Kirtsideli, I. (2009). Airborne fungi in four stations of the St. Petersburg Underground railway system. International Biodeterioration & Biodegradation, 63(2), 156-160.).

donde:

a: número de colonias.

b: área de la placa en cm².

t: tiempo de exposición de las placas en minutos.

Identificación de microorganismos

Se observaron las características culturales y morfológicas (microscópicas y macroscópicas) de los microorganismos aislados. La identificación se realizó con ayuda de manuales de taxonomía (AWIB, 2006AWIB. (2006). The Aspergillus Website. Image Bank. http://www.aspergillus.man.ac.uk/index.html ; Barnett & Hunter, 1987Barnett, H. L., & Hunter, B. B. (1987). Illustrated genera of imperfect fungi. (3rd ed.). Burgess Publishing Co. https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/19721103191 ; Pitt, 2007Pitt, J. I. (2007). A laboratory guide to common Penicillium species. (3rd ed.). Food Science. https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/19861313153 ).

Distribución relativa de las colonias

Para determinar la frecuencia de aparición y la densidad relativa de los géneros aislados, se emplearon las ecuaciones de frecuencia y densidad relativa (Esquivel et al., 2003Esquivel, P., Mangiaterra, M., Giusiano, G., & Sosa, M. A. (2003). Microhongos anemófilos en ambientes abiertos de dos ciudades del nordeste argentino. Boletín Micológico, 18, 21-28.; Smith, 2001Smith, R. L. (2001). Ecology and field biology (2nd ed.). Harper & Row. https://cir.nii.ac.jp/crid/1130000797628241024 ).

Actividad celulolítica y producción de pigmentos en hongos

La actividad celulolítica de las cepas fúngicas se evaluó cualitativamente en el Laboratorio de Diagnóstico del grupo empresarial RESTAURA. Se utilizó un medio de cultivo con la siguiente composición salina por litro: 2 g de nitrato de sodio, 1 g de fosfato de dipotasio, 0.5 g de sulfato de magnesio, 0.5 g de cloruro de potasio, 0.01 g de sulfato ferroso, 0.5 g de extracto de levadura y 20 g de agar, ajustado a pH 5.5.

Como fuentes de carbono, se emplearon una tira de papel de filtro (4.8 cm × 1 cm), celulosa cristalina (1 %), celobiosa (1 %) y glucosa (1 %) como control. Los cultivos se incubaron a 28 °C durante 21 días. La producción de pigmentos se evaluó sobre la tira de papel de filtro (Smith, 2001Smith, R. L. (2001). Ecology and field biology (2nd ed.). Harper & Row. https://cir.nii.ac.jp/crid/1130000797628241024 ).

Producción de ácidos por hongos

Se sembró una azada de esporas de cada cepa fúngica en un caldo de cultivo de composición salina similar al anterior, pero con glucosa al 1 % y pH ajustado a 7. Se adicionó rojo fenol (0.001 %) como indicador de pH. Los cultivos se incubaron a temperatura ambiente durante 3 días. Un resultado positivo se evidenció por el cambio de coloración (de rojo a amarillo) y por la disminución del pH medida con potenciómetro (Rautela & Cowling, 1966Rautela, G. S., & Cowling, E. B. (1966). Simple Cultural Test for Relative Cellulolytic Activity of Fungi. Applied Microbiology, 14(6), 892-898. https://doi.org/10.1128/am.14.6.892-898.1966 , citado por Borrego & Rodríguez (2013)Borrego, S. F., & Rodríguez, J. C. (2013). Caracterización micológica del ambiente aéreo del depósito de los fondos bibliográficos del Museo Nacional de la Música. Boletín del Archivo Nacional, 21(1), 48-60..

Actividad amilolítica

Cada cepa fúngica se inoculó en placas Petri con medio salino similar a los anteriores, con 5 g/L de almidón soluble como fuente de carbono. Tras 7 días de incubación a 28 ± 2 °C, se añadieron 5 mL de reactivo de Lugol a cada placa. Una zona no coloreada alrededor de la colonia indicó hidrólisis positiva (S. Borrego et al., 2008Borrego, S., Pons, V., & Perdomo, I. (2008). La contaminación microbiana del aire en dos depósitos del Archivo Nacional de la República de Cuba. Revista CENIC. Ciencias Biológicas, 39(1), 63-69.).

Medición de temperatura y humedad relativa

Durante el muestreo microbiológico ambiental, se midieron la temperatura (T) y la humedad relativa (HR) en las salas de estudio. Se empleó un psicrómetro de molinete, cuyas lecturas en los bulbos seco y húmedo permitieron calcular estos parámetros mediante tablas psicrométricas.

Además, se colocó un termohigrógrafo con sistema de relojería manual para registrar continuamente las variaciones de HR y T. La plantilla de registro se cambió y el equipo se calibró en los días de muestreo.

Análisis estadístico

Se utilizó el programa Statsoft Statistic versión 2.0, se aplicó la prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis para el análisis de los datos.

Niveles de contaminación microbiana ambiental

Los resultados del análisis del comportamiento de los contaminantes fúngicos aislados del ambiente entre septiembre y octubre de 2018 indican que la media de los niveles máximos registrados en el local fue de 2092 ufc/m³. Al comparar estos valores con la escala de Omeliansky (Bogomolova & Kirtsideli, 2009Bogomolova, E., & Kirtsideli, I. (2009). Airborne fungi in four stations of the St. Petersburg Underground railway system. International Biodeterioration & Biodegradation, 63(2), 156-160.) y con referencias más recientes que establecen como contaminado un ambiente con más de 1000 ufc/m³ (Cassares, 2007Cassares, N. C. (2007). Calidad del aire interior. Taller de Preparación para desastres. Recuperación de los daños biológicos en colecciones afectadas por desastres.), se deduce que las salas Carpentier, García Lorca y el Centro Gallego presentan un ambiente altamente contaminado. Estas salas, con condiciones ambientales desfavorables para la conservación de la madera -humedad superior al 65 % y temperaturas elevadas- favorecen el desarrollo de la micobiota ambiental, lo que representa un riesgo potencial de biodeterioro.

Por otro lado, las salas Orígenes y Lecuona se clasificaron como contaminadas, mientras que el centro de documentación Sala Lezama Lima se consideró no contaminado (Tabla 1). Esta variación en los niveles de contaminación refleja diferencias en las condiciones microclimáticas o en las fuentes de contaminación presentes en cada espacio.

Los valores microbianos superiores a 100 ufc/m³ de aire son relevantes para el biodeterioro de los materiales y la conservación del Patrimonio Cultural. El Ministerio de Cultura de Italia, en su Resolución 2000 de 1998, establece un límite de 150 ufc/m³ para hongos, lo que refuerza la necesidad de un control climático adecuado en estos entornos. Mantener una humedad relativa (HR) por debajo del 65 % es crucial, ya que niveles más altos promueven la germinación de esporas fúngicas en superficies.

En Cuba, se han reportado niveles similares de contaminación microbiana en interiores de viviendas, bibliotecas, archivos y museos, tanto con biocolectores (Levetin, 2002Levetin, E. (2002). Bioaerosols in Agricultural and Outdoor Settings. En G. Bitton (Ed.), Encyclopedia of Environmental Microbiology (1.^a ed.). John Wiley and Sons. https://doi.org/10.1002/0471263397.env184 ; Rojas & Martínez, 2000Rojas, T. I., & Martínez, E. (2000). Monitoreo microbiano del aire: Criterios metodológicos. 1.; Pons & Rojas, 2003Pons, V., & Rojas, T. I. (2003). Microbiota contaminante en el Museo Antropológico Montané [Trabajo de Diploma]. Facultad de Biología, Universidad de la Habana.; S. Borrego, 2005Borrego, S. (2005). El edificio de archivo: Su influencia en la contaminación microbiana ambiental, el biodeterioro y la salud del personal. IV Coloquio Iberoamericano del Papiro a la Realidad Virtual. 21.) como con el método de sedimentación. Estos hallazgos coinciden con los resultados obtenidos en este estudio, lo que sugiere un patrón común en ambientes interiores del país.

Las salas evaluadas mostraron un comportamiento estable en humedad relativa (HR) y temperatura (T), pero con valores elevados (Figura 1). La temperatura osciló entre 25 y 28 °C, mientras que la HR varió entre 74 % y 83 %. Estas condiciones climáticas favorecen la germinación de esporas fúngicas depositadas en superficies de madera, lo que puede desencadenar brotes de contaminación.

Además, los parámetros climáticos registrados facilitan el biodeterioro directo debido a valores elevados de HR y a las variaciones bruscas. El estrés generado por estas fluctuaciones afecta particularmente a materiales orgánicos higroscópicos, como la madera, acelerando su degradación.

Resultado del análisis estadístico

El análisis estadístico de los géneros fúngicos aislados -tanto del muestreo ambiental como del hisopado directo en madera deteriorada- revela una relación lineal entre ambos parámetros (Figuras 2 y 3). La abundancia de microorganismos en el ambiente interior se correlaciona directamente con la cantidad detectada en las piezas de madera mediante hisopado. Este hallazgo refuerza la importancia de controlar la contaminación microbiana ambiental para prevenir el biodeterioro de los materiales.

Caracterización microbiana

Los géneros Cladosporium y Aspergillus fueron los más predominantes, seguidos por Penicillium. Estos resultados coinciden con estudios previos realizados en Cuba, donde estos hongos se identificaron como los principales contaminantes en ambientes interiores de museos, archivos y bibliotecas, así como en muestreos directos de bienes culturales (S. Borrego et al., 2007Borrego, S., Guiamet, P., Pons, V., Gómez de Saravia, S., & Perdomo, I. (2007). Estudio de la microbiota aislada de documentos especiales y del aire de los depósitos donde estos se almacenan. Taller sobre la conservación del patrimonio documental y la prevención contra catástrofes en países de clima tropical. Taller sobre la conservación del patrimonio documental y la prevención contra catástrofes en países de clima tropical, La Habana, Cuba.).

Durante el período de muestreo, se detectó una amplia diversidad de géneros fúngicos, que incluyeron Aspergillus sp., Cladosporium sp., Fusarium sp., Alternaria sp., Neurospora sp., Penicillium sp. y Syncephalastrum sp. Estos géneros, informados en estudios anteriores (S. Borrego et al., 2007Borrego, S., Guiamet, P., Pons, V., Gómez de Saravia, S., & Perdomo, I. (2007). Estudio de la microbiota aislada de documentos especiales y del aire de los depósitos donde estos se almacenan. Taller sobre la conservación del patrimonio documental y la prevención contra catástrofes en países de clima tropical. Taller sobre la conservación del patrimonio documental y la prevención contra catástrofes en países de clima tropical, La Habana, Cuba.), son representativos de la micobiota en ambientes interiores. Las diferencias en los géneros identificados dependen principalmente de las condiciones ambientales durante el muestreo (Tabla 2).

La presencia de hongos con una densidad relativa (DR) superior al 20 % y una frecuencia relativa (FR) mayor al 70 % confirma su establecimiento en los sustratos materiales del ambiente. En climas tropicales como el de Cuba, los materiales orgánicos son especialmente vulnerables a la actividad de estos hongos, que requieren una actividad de agua superior a 0.65 (equivalente a una HR del 65 %). Estas condiciones los convierten en agentes de deterioro peligrosos para la conservación (Tabla 3).

El potencial de deterioro fúngico en las salas se evaluó mediante la producción de ácidos y la actividad celulolítica de los géneros más representativos: Cladosporium, Aspergillus y Penicillium. En la mayoría de los muestreos, Aspergillus niger fue la especie más abundante, lo que concuerda con estudios previos que la identifican como un contaminante frecuente en interiores y en documentos deteriorados (S. Borrego et al., 2007Borrego, S., Guiamet, P., Pons, V., Gómez de Saravia, S., & Perdomo, I. (2007). Estudio de la microbiota aislada de documentos especiales y del aire de los depósitos donde estos se almacenan. Taller sobre la conservación del patrimonio documental y la prevención contra catástrofes en países de clima tropical. Taller sobre la conservación del patrimonio documental y la prevención contra catástrofes en países de clima tropical, La Habana, Cuba.).